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Feb 08, 2024

Bioimpression 3D in situ avec bioink biobéton

Nature Communications volume 13, Numéro d'article : 3597 (2022) Citer cet article

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La bio-impression in situ est intéressante pour déposer directement le bioink thérapeutique sur les organes défectueux afin de les réparer, en particulier pour les professions telles que les soldats, les athlètes et les conducteurs qui peuvent être blessés en cas d'urgence. Cependant, le bioink traditionnel présente des limites évidentes dans ses environnements opérationnels complexes. Ici, nous concevons un bioink biobéton avec des microgels chargés de cellules électropulvérisés comme agrégat et une solution de précurseur de gélatine méthacryloyle (GelMA) comme ciment. Une imprimabilité prometteuse est garantie avec une large plage de températures bénéficiant des propriétés rhéologiques robustes de l’agrégat de microgel photoréticulé et de la fluidité du ciment GelMA. Les composants composites s’auto-adaptent simultanément à la biocompatibilité et aux différents microenvironnements mécaniques des tissus. Une forte liaison à l’interface tissu-hydrogel est obtenue par des liaisons hydrogène et par friction lorsque le ciment est photoréticulé. Cette bioencre possède une bonne portabilité et peut être facilement préparée en cas d’accident urgent. Pendant ce temps, les microgels peuvent être cultivés en mini-tissus, puis mélangés sous forme d'agrégats de bio-encre, ce qui indique que notre biobéton peut être fonctionnalisé plus rapidement que les bio-encres normales. Les résultats de la réparation des défauts crâniens vérifient la supériorité de ce bioink et son potentiel dans les contextes cliniques requis dans le traitement in situ.

En tant que traitement émergent des anomalies organiques, la « bio-impression in situ »1 initialement proposée par Campbell2. a attiré l’attention à la clinique. En bref, le bio-encre thérapeutique est directement déposé sur les plaies des patients par des bio-imprimantes chirurgicales selon des parcours en fonction de leurs morphologies 3D3. Actuellement, elle utilise principalement des méthodes similaires pour la bio-impression in vitro et a été appliquée dans les traitements de la peau, du cartilage et des os4. Par rapport à l'implantation d'organes basée sur la bio-impression 3D in vitro, elle présente plus d'avantages grâce à sa fonction de dépôt in situ (note complémentaire 1).

Cependant, la bio-impression in situ est rudimentaire et a été limitée aux applications cliniques. Outre le manque de bio-imprimantes in situ fiables4, l’une des principales raisons est qu’il existe moins de bioencres adaptées à ses exigences particulières. Dans les études pertinentes existantes, la bio-encre appliquée est pour l’essentiel similaire à celle de la bio-impression in vitro, à savoir une solution précurseur, qui n’est pas un choix prometteur pour la bio-impression in situ. (i) Dans la plupart des cas de bio-impression in situ, il n'existe aucune condition pour contrôler strictement les propriétés rhéologiques du bioink, en particulier du bioink thermosensible. (ii) Contrairement aux sous-sols récepteurs avec une surface propre et une température contrôlable sur les bio-imprimantes in vitro, la bio-impression in situ possède un sous-sol récepteur spécial, à savoir les plaies du patient avec une température constante (37 °C) et du sang, qui peut effondrer le sous-sol imprimé. structure avant réticulation. (iii) Le bioink réticulé doit posséder un faible module mécanique pour que les cellules encapsulées puissent exercer des fonctions thérapeutiques. (iv) Les structures doivent avoir des propriétés mécaniques élevées correspondant au défaut, se protégeant des dommages lors de la réparation, ce qui conduit cependant à une énorme contradiction avec l'exigence (iii). Construire des structures composites, c’est-à-dire imprimer des échafaudages solides suivis du coulage d’un hydrogel souple, est devenu une solution efficace5,6,7,8. Cependant, un processus d’impression aussi complexe ne peut pas être réalisé en bio-impression in situ. (v) Une forte force de liaison doit être formée à l’interface de la structure imprimée par défaut. (vi) Le bioink in situ doit être portable et facile à préparer pour des professions telles que les soldats, les athlètes et les conducteurs qui peuvent être blessés en cas d'urgence.

Les microgels sont devenus des structures de bio-impression populaires en thérapie cellulaire9, en libération contrôlée de médicaments10, en modélisation de maladies11, etc., et de nombreuses méthodes de fabrication ont été proposées12,13,14,15,16. Récemment, outre l'unité fonctionnelle indépendante, dans la revue sur les microgels publiée dans Nature Reviews par Burdick et al. En 2020, on prévoit une large application de la « bio-impression secondaire »18,19,20,21 de microgels en tant que composant de bio-encre. Dans les derniers travaux d'Alge et al. 22 publiée dans Science Advances en 2021, une enquête approfondie sur le processus de dissipation des microgels lors de l'impression a été présentée. Wang et coll. 9 microgels d'alginate injectés pour réparer un défaut d'organe de rat. Burdick et coll. 23,24 ont extrudé des microgels rassemblés pour établir des structures 3D spécifiques. Toutes les recherches ont bénéficié non seulement de la biocompatibilité prometteuse des microgels, mais également de leurs propriétés rhéologiques uniques similaires à celles du fluide de Bingham25,26,27, qui se présente comme un élastomère en dessous d'une certaine contrainte mais s'écoule sous la forme d'un fluide de Newton une fois que la contrainte est encore augmentée. Par conséquent, les bio-encres à base de microgel ont le potentiel d’être conçues davantage comme une toute nouvelle bio-encre clinique in situ de bio-impression pour s’adapter aux exigences complexes.

 99.9%) and lithium phenyl-2, 4, 6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP, 0.5% (w/v), purity > 99.8%) in phosphate buffered saline (PBS). The solution was filtered through a 0.22-μm filter. An electric field was formed with the metal nozzle (30 G) and metal ring. The flow rate of the electrospraying ink was set as 50 μL/min and driven by an injection pump. The voltage was set as 2.86 kV. The environment temperature was set as 30 °C to ensure the suitable fluidity of the electrospraying ink. The electrosprayed microdroplets were received by a Petri dish filled with silicon oil and crosslinked by 405-nm blue light. The crosslinked GelMA microgels were transferred to a centrifugal tube and centrifugated at 128.57×g for 5 min (3 times) to remove the silicon oil. The microgels were stored in PBS. For the BMSC-laden GelMA microgels, BMSCs were mixed in the electrospraying ink at a cell density of 5 × 105 cells/ml. The prepared BMSC-laden GelMA microgels were cultured in DMEM/F-12 complete medium supplemented with 10% (v/v) fetal bovine serum (FBS) at 37 °C and 5% CO2./p> 99.9%) and lithium phenyl-2, 4, 6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP, 0.5% (w/v)) in phosphate buffered saline (PBS). The solution was filtered through a 0.22-μm filter./p>

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